Стр. 7
Страницы:
Стр.1 |
Стр.2 |
Стр.3 |
Стр.4 |
Стр.5 |
Стр.6 |
Стр.7 |
Стр.8
альдегиддегидрогеназа; АБТС -
2,2-азиноди-(3-этилбензотиазолин-6-сульфоновая кислота); КИН -
кинетический метод Педченко В.В., Малахов В.Н. Вопросы медхимии. -
1991, № 4, с.85.
Удобны и просты для применения в клинической лаборатории
ферментные методы определения ХС на бумажных диагностических
полосках, многослойных элементах, пленках, содержащих все
необходимые компоненты реакционной среды. Как и при анализе других
компонентов сыворотки крови методами сухой химии, анализируемая
сыворотка без предварительного разбавления наносится на пленку и
через 5 мин с использованием специально сконструированных для этих
целей фотометров измеряется интенсивность окрашивания,
пропорциональная концентрации ХС. Широкое распространение такой
способ анализа ХС получил с выпуском фирмой "Воеhringer Маnhеim"
фотометра "Rеflоtrоn", измеряющего интенсивность окрашивания в
отраженном свете, и полосок "Rеflоtrоn-Сhоlеstеrоl", которые
позволяют за 45 с определять ХС не только в сыворотке, но и в
цельной крови.
В качестве референтного метода количественного определения
общего холестерина в сыворотке и плазме Н.Dеrks и соавт. предложен
метод, основанный на газохроматографическом разделении
триметилсилильных эфиров холестерина, высокая специфичность которого
достигнута за счет использования капиллярных колонок. Аналитические
потери откоррегированы с помощью метода внутреннего стандарта.
Выделение добавленного холестерина было полным - 99,99%, среднее
квадратичное отклонение 0,48%, коэффициент вариации 0,35-0,50%.
Оборудование: газовый хроматограф модель 3700, Vаriаn Раlо Аltо СА с
пламенно-ионизационным детектором. Стандартный материал и реактивы:
RSМ 911а, чистота 99,8%. Для превращения в летучие производные
использовали NO-bis (trimethуlsilyl) trifluoroacetаmide и пиридин в
соотношении 1:2.
Правильность результатов, полученных с помощью референтного
метода, можно проверить только окончательным методом, при котором
проводят измерение концентрации точно определяемых атомов, ионов.
Американской ассоциацией клинической химии и Национальным бюро
стандартов предложен метод определения содержания общего
холестерина, основанный на изотопном разведении -
масс-спектрометрии. Холестерин-D7 добавляют к сыворотке и при этом
поддерживают соотношение холестерина-D7 и общего холестерина (по
массе) 1:1. Перед проведением анализа методами хроматографического
разделения и масс-спектрометрии холестерин этерифицируют
бис-триметилсилилацетамидом. Соотношение интенсивности молекулярных
ионов (465 и 458) измеряют для каждой пробы и двух калибровочных
смесей. Весовое соотношение для каждой пробы определяют с помощью
линейной интерполяции соответственной ионной интенсивности и
вычисляют общий холестерин. Специфичность данного метода заключается
в том, что интерполяция при других массах отсутствует.
Статистический анализ показал, что для данного метода в серии
исследований получен коэффициент вариации, равный 0,17%, а изо дня в
день он равен 0,36%. Оборудование: масс-спектрометр с мультиионным
селектором модель СН-7А (Vаriаn МАТ, Florham Раrk N. J. 07932),
газовый хроматограф модель 2740. Стандартный материал: RSМ 911 а,
Национальное бюро стандартов, сhоlеstеrоl-D [споlеst-5-еn-3-оl
(Зb)], сholеstеrоl-D7 [сhоlеst-5-еn-25, 26, 26, 26, 27, 27,27-d7-3о1
(Зb)], полученный из научной лаборатории (Ins, Stаtе Соllеgе РА
16801). Для превращения в триметилсилильные эфиры используют
бис(триметилсилил) ацетамид.
______________________________
b - греческая буква "бета".
Результаты проверки газохроматографического метода методом
изотопного разведения - масс-спектрометрии - лежат в пределах 95%
доверительного интервала, вычисленного для средних концентраций,
т.е. газохроматографический метод имеет отклонения более чем на 0,4%
от метода изотопного разведения - масс-спектрометрии. Одна из причин
этого заключается в том, что в газохроматографическом методе не до
конца идет процесс гидролиза.
При анализе перспективных хроматографических методов
определения холестерина следует подчеркнуть широкие возможности
высокоэффективной жидкостной хроматографии (ВЭЖХ). При разделении
методом ВЭЖХ исключается сложный этап превращения холестерина в
летучее производное, необходимый при газовой хроматографии, что
сокращает время, необходимое для анализа. В литературе нет сведений
о том, что метод ВЭЖХ предлагают в качестве референтного, но его
можно использовать в клинических лабораториях как
высокочувствительный и специфичный.
10.З. Определение концентрации холестерина, связанного с
липопротеинами различной плотности
На практике общий холестерин является приемлемой заменой
холестерина липопротеинов низкой плотности (во всяком случае
является удовлетворительной приблизительной оценкой его уровня). Но
без сомнения, оценка риска (предсказание исхода) делается более
точной при добавлении содержания холестерина липопротеинов высокой
плотности (ХС-ЛПВП) и отношения содержания общего холестерина и
холестерина липопротеинов высокой плотности. ХС-ЛПВП ниже 1 ммоль/л
(39 мг/дл) у мужчин и ниже 1,1 ммоль/л (43 мг/дл) у женщин
увеличивает общий риск при любых уровнях других липидов. Кроме того,
на повышенный риск указывает отношение общий холестерин/холестерин
ЛПВП равное или превышающее 5. Это отношение особенно полезно
вычислять и использовать для определения терапевтической тактики у
людей с содержанием холестерина между 5 и 6,5 ммоль/л (200-250
мг/дл).
Во втором докладе Комитета экспертов по выявлению, оценке и
лечению повышенного уровня ХС в крови у взрослых США, у лиц без ИБС
рекомендуется поддерживать уровень общего ХС ниже 200 мг/дл (или 5,2
ммоль/л) или уровень ХС ЛПНП ниже 130 мг/дл (или 3,4 ммоль/л). У
болных ИБС уровень ХС ЛПНП, согласно рекомендациям Комитета
экспертов, не должен превышать 100 мг/дл (или 2,6 ммоль/л).
В то же время лаборатории до настоящего времени не располагают
стандартизованным методом определения ХС-ЛПНП; нет референтного
метода и у липидологов. Определение ХС-ЛПНП включает
ультрацентрифугирование (флотацию ЛПОНП), преципитацию ЛПНП и
определение ХС в оставшихся ЛПВП. Альтернативные варианты
определения ХС-ЛПНП основаны на селективной преципитации
полианионами, иммунохимическом связывании, хроматографии и
электрофорезе. Все методы обладают невысокой специфичностью,
особенно при высоком содержании ЛПОНП. В настоящее время метод
ультрацентрифугирования в клинической биохимии используют редко и
для определения, вернее расчета, ХС-ЛПНП применяют формулу,
предложенную W.Friеdwаld и соавт. Формула позволяет получать
достоверные результаты при содержании триацилглицеринов (ТГ) - не
выше 200 мг% (норма ниже 160 мг%). ХС - ЛПНП = ХС общий -
(ХС-ЛПВП+ТГ/5). Для расчета величины ХС-ЛПНП согласно этой формуле
необходимо измерить ХС и ТГ сыворотки крови, определить ХС-ЛПВП,
т.е. оценить многие стороны обмена ЛП. Это приводит к большим
вариациям уровня ХС-ЛПНП в отдельных регионах, даже лабораториях (до
20%). Возможно, достоверность ХС-ЛПНП как фактора риска связана с
комплексным формированием этой величины. В то же время даже
косвенное определение ХС-ЛПНП не поддается стандартизации. Это
связано с отсутствием первичного стандарта и референтного метода.
Ферментные аналитические системы с успехом используют при
определении содержания ХС в отдельных классах липопротеинов,
полученных из сыворотки (плазмы) крови ультрацентрифугированием,
электрофорезом, различными преципитационными методами разделения
липопротеинов. Так, широкое применение нашло определение
концентрации ХС-ЛПВП ферментными методами в надосадочной жидкости
после осаждения ЛПНП и ЛПОНП в присутствии катионов двухвалентных
металлов и полианионов, фосфовольфрамовой кислоты, декстрансульфата,
полиэтиленгликоля и гепарина.
Ферментативный анализ ХС-ЛПВП после осаждения ЛПОНП и ЛПНП с
помощью гепарин-марганцевой смеси может приводить к получению
завышенных результатов вследствие взаимодействия ионов марганца с
компонентами индикаторной системы, а также мутности реакционной
среды, образующейся в результате взаимодействия этих ионов с другими
компонентами реакционной смеси. Предлагали удалять из надосадочной
жидкости ионы марганца в виде нерастворимой гидроокиси, добавляя в
пробы перед измерением ХС бикарбонат натрия. Другие авторы
предлагают в тех же целях добавлять в реакционную смесь ЭДТА.
В качестве референтного предлагают метод, в основе которого
лежит двухэтапное центрифугирование или комбинация одного этапа
ультрацентрифугирования и осаждения. Разделение липопротеинов, в
основе которого лежит различие в их плотности, проводят
центрифугированием в градиенте плотности растворов NаСl, NаСl -
NаВr, КВr. Таким образом можно выделить 4 фракции липопротеинов:
очень низкой плотности 1,006; низкой плотности (1,006-1,063); 2
фракции высокой плотности (1,063-1,125 и 1,125 - 1,210), используя
препаративные ультрацентрифуги фирмы Весkmаnn Instruments, Fullerton
СА или модель Ultrа Сlеаr Весkmаnn Instruments Muniсh F.R.G.
Нижняя граница уровня ХС-ЛПВП в крови составляет в зависимости
от примененного метода 26-35 мг/дл. К тому же различие среднего
уровня ХС-ЛПВП (50 мг/дл) в популяции и нижней границы (35 мг/дл) не
является уже столь значительным при рассмотрении индивидуальных
данных, так как воспроизводимость метода невысока и его трудно
стандартизировать.
Липопротеины высокой плотности состоят из двух субклассов ЛПВП2
и ЛПВП3. Реально рассматривать оба субкласса ЛПВП с позиций фактора
антириска коронарного атеросклероза. У членов семей с наследственной
гипер-ЛПВП основная масса ХС крови сосредоточена в ЛПВП2, а при
злоупотреблении алкоголем - в ЛПВП3. В эпидемиологических
исследованиях ХС-ЛПВП2 является более достоверным фактором антириска
коронарного атеросклероза по сравнению с ХС-ЛПВП3. В условиях
гипертриацилглицеринемии преимущественно снижается уровень ХС-ЛПВП2.
Вместе с тем и до настоящего времени нет единого метода определения
ХС-ЛПВП2, не отработана методика стандартизации. Главное состоит в
том, что прежде чем говорить о ХС-ЛПВП2 как о факторе антириска,
необходимо выяснить физиологическое значение ЛПВП2, уметь
стандартизованно оценивать его уровень.
10.4. Определение содержания триацилглицеринов в крови
Существуют два способа определения содержания триацилглицеринов
(ТГ) в сыворотке крови: химический и ферментативный. Каждый из них
включает многочисленные модификации. В настоящее время определение
ТГ можно провести, основываясь на принципе "сухой химии", при
использовании разной технологии - импрегнированные волокна (фирма
"Мiles", США; "Воеhringеr Маnnhеim", Германия) и мембранная
технология (фирма "Коdаk", США).
Содержание ТГ, определенное в плазме крови, на 2-4 мг/дл ниже,
чем в сыворотке. Это обусловлено разведением плазмы крови за счет
внутриклеточной жидкости, теряемой эритроцитами при действии
антикоагулянтов; флюорид, цитрат и оксалат вызывают значительную
потерю жидкости эритроцитами. В качестве антикоагулянта при
определении ТГ предпочтительно использовать ЭДТА (1 мг на 1 мл
цельной крови). Комплексон связывает тяжелые металлы, ингибируя
активность липолитических ферментов. Во избежание разбавления плазмы
крови желательно центрифугировать образцы и отделить полученную
плазму в течение короткого времени.
В отличие от ХС прямые химические методы (без предварительной
экстракции органическим растворителем) определения ТГ неприемлемы,
так как в сыворотке крови присутствуют многие вещества, которые при
гидролизе также образуют глицерин. К ним относятся фосфолипиды и
глюкоза. Химические методы определения ТГ включают экстракцию
органическими растворителями (хлороформ, изопропанол), очистку
экстракта адсорбентами (силикагель, сернокислая медь, карбонат
кальция) с целью связывания фосфолипидов и удаления моносахаридов.
ТГ в экстракте омыляют гидроокисью калия. Образованный глицерин
определяют несколькими химическими методами. При окислении глицерина
при действии перйодата образуется формальдегид. Определение
формальдегида проводят несколькими способами. В реакции с
хромотроповой и серной кислотами формальдегид образует хромоген
малинового цвета с максимумом абсорбции при длине волны 570 нм.
Формальдегид может быть определен и в реакции Хетча, когда при
взаимодействии с ацетил-ацетоном и ацетатом аммония образуется
гетероциклическое соединение 3,5-диацетил-1,4-дигидролютидин,
которое можно определить колориметрически при длине волны 412 нм или
флюорометрически (возбуждение 400 нм, испускание 485 нм). Указанный
флюорометрический метод и метод определения ТГ с хромотроповой
кислотой используют в качестве референтных. Химические методы
определения ТГ часто выполняют вручную; метод определения ТГ в
реакции с ацетил-ацетоном, основанный на флюорометрии, адаптирован
для автоанализатора модели АА-II, фирма "Тесhniсоn", США.
Ферментные методы определения ТГ основаны на определении
глицерина в сопряженных ферментативных реакциях после гидролиза ТГ
липазой. В условиях ферментативного гидролиза ТГ не происходит
освобождения глицерина из фосфолипидов и глюкозы. Разрушение
ЛП-комплексов, гидролиз ТГ проводят в присутствии детергентов,
липазы и протеазы. Роль протеаз в деструкции белок-липидных
комплексов не является окончательно установленной, однако
a-химотрипсин является компонентом многих наборов реактивов.
_____________________________
a - греческая буква "альфа".
Основными сложностями определения ТГ-ферментными методами
являются неполная деструкция ЛП-комплексов и частичный гидролиз
(освобождение глицерина), ТГ, содержащие преимущественно насыщенные
или ненасыщенные жирные кислоты (ЖК), гидролизуются при действии
липазы с разной скоростью; соотношение коротко- и длинноцепочечных
ЖК также влияет на скорость гидролиза ТГ.
Использование ферментного метода позволяет избежать применения
органических растворителей, очистки экстрактов для удаления
интерферирующих соединений, использования концентрированной
гидроокиси калия и проведения гидролиза при высокой температуре. По
сравнению с химическими ферментный метод определения ТГ обладает
более высокой специфичностью, его легко автоматизировать.
Возможность последовательного определения содержания ХС и ТГ в одной
кювете дает и большие экономические преимущества.
Поскольку определение содержания ТГ в крови основано на
определении глицерина, необходимо помнить о наличии свободного
глицерина в сыворотке крови. При уровне ТГ ниже 250 мг/дл содержание
глицерина не оказывает влияния на результаты исследования.
Накопление глицерина в сыворотке крови происходит при сахарном
диабете, патологии печени, острой и хронической почечной
недостаточности, гемодиализе, приеме нитроглицерина, терапии
гепарином. Острые инфекции, состояние стресса, лекарственные
препараты, оказывающие липолитическое действие, значительно
увеличивают содержание глицерина в крови. Спонтанный гидролиз ТГ
имеет место в сыворотке крови при длительном хранении образцов. Если
определение ТГ невозможно провести в течение 2 сут, сыворотку крови
следует хранить при температуре -20°С.
При определении ТГ нерешенным вопросом является выбор
стандарта. Для получения точных данных необходимо использовать
первичный стандартный раствор, раствор ТГ в органических
растворителях. Для приготовления стандартного раствора обычно
используют триолеин, хотя смесь триолеина и трипальмитина (2:1 по
весу) более сходна по степени ненасыщенности ЖК с ТГ человека. В
качестве стандартного раствора ТГ можно использовать оливковое
масло, которое по инфракрасному спектру сходно с триолеином.
Стандартный раствор триолеина в изопропаноле подходит только для
химических методов.
При ферментных методах определения ТГ используют водные
стандартные растворы глицерина. Основной недостаток их состоит в
том, что содержание глицерина не отражает вариации, возникающие на
этапах экстракции, адсорбции и омыления. Кроме того, по вязкости
водные растворы глицерина отличаются от сыворотки крови. Растворы
глицерина можно использовать для проверки воспроизводимости метода,
линейности реакции. При определении ТГ ферментным методом наиболее
часто используют калибраторы - сыворотку крови человека, содержание
ТГ в которой определено референтными методами при использовании
первичного стандартного раствора. В качестве контрольного материала
могут быть применены контрольные сыворотки или внутрилабораторные
пулы.
Содержание ТГ в сыворотке крови при разных патологических
состояниях меняется в значительных пределах. Поскольку линейность
каждого метода имеет ограничения, следует помнить, что точность
определения ТГ как при низких (<30 мг/дл), так и при высоких (>400
мг/дл) значениях снижается. При определении ТГ ферментными методами
исследования пробы с высокими значениями желательно повторить,
уменьшив объем сыворотки. При определении ТГ химическими методами
липидный экстракт можно также брать в меньших количествах. Учитывая
большую долю патологических результатов для ТГ, в практической
работе следует использовать контрольные сыворотки с нормальным и
повышенным содержанием липидов.
10.5. Измерение содержания жирных кислот в крови
Роль строительных блоков холестерина и других классов липидов
играют жирные кислоты, содержание которых изменяется у больных
инфарктом миокарда, адренолейкодистрофией, атеросклерозом, что
используется в качестве дополнительного диагностического теста.
Изменение состава жирных кислот является основой диагностики
синдрома Рефсума и энтеропатического акродерматита.
В настоящее время отсутствуют не только референтный метод и
стандартные референтные материалы для определения жирных кислот в
крови, но и унифицированный метод.
Среди различных методов, которые предлагается использовать для
определения жирных кислот в клинических лабораториях, можно выделить
ферментативный, основанный на активации и превращении свободных
жирных кислот в ацетил-КоА в присутствии Мg и АТФ. Значительная
ошибка измерений связана с тем, что ацил-КоА-синтетаза не может
атаковывать все свободные жирные кислоты, присутствующие в
сыворотке, так как большой процент свободных жирных кислот связан с
белком и их реакционная способность по отношению к ферменту
окончательно не выяснена. Жирные кислоты, добавленные к сыворотке
или плазме, могут вести себя не идентично эндогенным жирным
кислотам, следовательно, возможность оценки правильности метода с
помощью введения стандартных веществ исключается. В связи с этим нет
необходимости обсуждать результаты количественного анализа, не
сравнивая с другими методами. Ферментативный метод специфичен при
определении жирных кислот с длиной цепи С6-С20, но не дает
информации об изменениях в содержании ненасыщенных жирных кислот.
Для количественного определения полиненасыщенных жирных кислот
в клинических лабораториях предлагают метод, основанный на окислении
двойных связей атмосферным кислородом в присутствии липоксидазы.
Субстратом для липоксидазы являются линолевая, линоленовая,
арахидоновая кислоты, более того, линолевая кислота используется для
определения данного фермента. Метод имеет ограниченные возможности
по отношению к широкому спектру ненасыщенных жирных кислот,
например, 8,14-экзодиеновая, 5,8,11-экзотриеновая,
8,11,14-докозатриеновая кислоты не подвергаются окислению в
присутствии липоксидазы, а этерифицированные кислоты реагируют, но
крайне медленно.
Вышеописанными методами не представляется возможным определять
некоторые группы жирных кислот, например летучие, а также
индивидуальные жирные кислоты, которые являются диагностически
значимыми, например линолевая, арахидоновая, фитановая кислоты.
Метод газожидкостной хрокатографии является универсальным методом, с
помощью которого можно разделить смесь летучих насыщенных, моно- и
полиненасыщенных жирных кислот. Экспресс-диагностику анаэробной
инфекции осуществляют путем идентификации летучих жирных кислот
методом газожидкостной хроматографии. Перед хроматографическим
разделением высших жирных кислот необходимо получить летучие
производные, для этого используют такие метилирующие агенты, как
диазометан, хлористый ацетил или метаноловый раствор трехфтористого
бора.
Для хроматографического разделения необходимы стеклянные
колонки. В качестве наполнителя используют хроматон N-АW-DМС или
хромосорб W-АW-DМС с нанесенной полярной жидкой фазой, например
полиэтиленгликольсукцинат, полиэтиленгликольадипат,
полидиэтиленгликольсукцинат, полиэтиленгликольадипинат. В качестве
внутреннего стандарта для расчета абсолютного количества
идентифицированных жирных кислот используют маргариновую кислоту.
Таким образом можно определять как свободные жирные кислоты, так и
полученные в результате гидролиза. Все экстрагируемые липиды
гидролизуются одновременно, а происхождение продуктов гидролиза
можно определить, если предварительно разделить экстракт методом
тонкослойной хроматографии на фракции (холестериновые эфиры,
триацилглицерины, свободные жирные кислоты,
холестерин-диацилглицерины, фосфолипиды-моноацилглицерины),
элюировать их и проводить анализ отдельных фракций.
10.6. Исследование апопротеинов крови
В последние годы обмен липопротеинов (ЛП) исследуют путем
определения не только липидов, но и белков. Это касается выявления в
крови специфических транспортных белков липидов - аполипопротеинов.
Апобелки ответственны за формирование ЛП, метаболические превращения
их в сосудистом русле и катаболизм липидов после рецепторзависимой
интернализации ЛП клетками.
Критериями для определения аполипопротеинов в качестве факторов
риска являются высокая степень ассоциации с коронарным
атеросклерозом в эпидемиологических и клинических исследованиях,
независимость физиологического действия аполипопротеинов отдельных
классов, яркая клиническая картина коронаросклероза в случае
генетических нарушений апопротеинов, возможность точного
определения, независимые изменения отдельных аполипопротеинов в
процессе гиполипидемической терапии.
Из всех апобелковых тестов лучшим показателем риска коронарного
атеросклероза является содержание в крови аполипопротеина В (апоВ),
основного белка, формирующего все богатые триацилглицеринами и ХС ЛП
(ЛПОНП, ЛППП, ЛПНП).
Определение апоВ проводят способами, применимыми для
исследования специфичных белков, методами турбидиметрии и
нефелометрии при использовании простых фотометров, многоканальных
биохимических анализаторов, нефелометров. Для определения апоВ
годятся поликлональные антисыворотки.
Несмотря на высокое диагностическое значение теста, для апоВ не
отработана система стандартизации. Восемь фирм производят
индивидуальные калибраторы для апоВ и совместно с исследователями
прилагают усилия для отработки вторичного стандарта.
Исследования показали, что существование ЛПВП2 и ЛПВП3
обусловлено наличием в апоА двух апобелков: апоА-I и апоА-II. Из них
только апоА-I является достоверным антифактором риска.
С точки зрения стандартизации, для апоА-I нет столь больших
сложностей, как для апоВ. Для внедрения биохимического теста в
практику как показателя фактора риска нужно, чтобы метод определения
показателя был легко и быстро выполнимым, воспроизводимым и
правильным, приемлемым для автоматизации, требующим минимальное
количество сыворотки, недорогим. Всем перечисленным условиям
удовлетворяет определение апоВ и апоА-1, однако отсутствие в
настоящее время стандартизации исследования апобелков приводит к
тому, что в крови мужчин содержание апоА-1 колеблется от 110+14 до
161+30 мг/дл. Естественно, что при таких вариациях нормы
диагностическая оценка данных не является столь однозначной.
РЕКОМЕНДУЕМАЯ ЛИТЕРАТУРА
1. Гаранина Е.Н. Выбор методов внутрилабораторного контроля
качества исследований. В кн.: Клиническая лабораторная диагностика.
Состояние и перспективы. - Санкт-Петербург, 1996, с.59-61.
2. Гольдфильд Р.С., Китаина С.С. Некоторые формы организации
контроля качества. Лабор. Дело, 1981, № 10, с.628-631.
3. Колб В.Г., Коваленко И.Е. Опыт проведения контроля качества
лабораторных исследований в Белорусской ССР. В кн.: Лабораторная
диагностика. Тезисы II Всесоюзного съезда врачей-лаборантов. Т.
Организация лабораторной службы. - М., 1979, с.35-38.
4. Меньшиков В.В., Гаранина Е.Н. Контроль качества клинических
лабораторных исследований. Принципы и методы. - М.: Медицина, 1994,
151 с.
5. Меньшиков В.В. Факторы, определяющие качество клинических
лабораторных исследований. Клиническая лабораторная диагностика. -
М., 1995, № 6, с.7-11.
6. Методические указания "Контроль качества клинических
лабораторных исследований (под ред. В.В.Меньшикова), Москва, 1981,
63 с.
7. Методические указания "Контроль качества аппаратуры в
клинико-диагностических лабораториях" (под ред. В.В.Меньшикова). -
Москва, 1981, 29 с.
8. Ореховский В.М., Важник Н.В., Костин Г.М., Колб В.Г.
Принципы формирования национальной структуры службы клинической
лабораторной диагностики Республики Беларусь. Клиническая
лабораторная диагностика. - М., 1995, № 6, с.59-61.
9. Ошибки в лабораторной диагностике. Под ред.Громашевской
Л.Л. - Киев: Здоровье, 1990, 261 с.
10. Приказ № 545 от 23 апреля 1985 г. "О дальнейшем
совершенствовании контроля качества клинических лабораторных
исследований", Москва, 1985, 62 с.
11. Титов В.Н., Наумова И.Н. Автоматизированный счет форменных
элементов крови. Методическое руководство. - М., 1995, 76 с.
Приложение 2
к приказу Министерства
здравоохранения
Республики Беларусь
24.06.1997 № 154
ПОЛОЖЕНИЕ
о порядке проведения внутрилабораторного
контроля качества в клинико-диагностических лабораториях
1. Внутрилабораторный контроль качества клинических
лабораторных исследований является неотъемлемым элементом любых
клинико-лабораторных исследований, осуществляемым с целью
обеспечения их достоверности.
2. Внутрилабораторный контроль качества является обязательным
условием аккредитации или аттестации клинико-диагностических
лабораторий.
3. Внутрилабораторный контроль качества осуществляется
ежедневно по каждому виду исследований, выполняемых в лаборатории.
4. Внутрилабораторный контроль качества включает в себя
следующие этапы:
4.1. предоставление на лабораторный участок контрольной пробы;
4.2. выполнение исследований в этой пробе;
4.3. оценка результатов контроля;
4.4. при выявлении неудовлетворительных результатов -
выбраковка результатов выполняемых исследований и устранение
причин погрешности.
5. Контрольные пробы выдаются ежедневно на каждый участок
лаборатории старшим фельдшером-лаборантом или заведующим
лабораторией. Используются только виды контрольных материалов,
разрешенные к применению Госстандартом Республики Беларусь или
методы контроля, рекомендуемые методическими указаниями "Контроль
качества клинических лабораторных исследований" (приложение 1) и
РЦКЛД.
6. Контрольные исследования выполняются только тем сотрудником,
который на данный момент выполняет контролируемые исследования, при
этом, в учете нагрузки они зачитываются по тем же нормативам, что и
плановые исследования.
7. Оценка результатов исследований и их протокольное оформление
осуществляется в соответствии с Методическими указаниями "Контроль
качества клинико-диагностической лабораторией" или другим
сотрудником, на которого приказом по ЛПУ возложена ответственность
за работу по контролю качества в лаборатории.
8. При выявлении неудовлетворительных результатов контроля
качества по какому-либо из выполняемых исследований, анализ причин
погрешностей и их установление осуществляется непосредственным
исполнителем или другими сотрудниками по распоряжению заведующего
лабораторией в рамках нормативного времени, выделяемого на установку
методов.
9. При установлении объективных причин невозможности
экспертного установления погрешностей того или иного метода
исследований (неисправность оборудования, некачественность
реагентов, стандартов или контрольных материалов, отсутствие
требуемых условий выполнения метода и др.) исполнение методики
прекращается, что документируется соответствующим протоколом,
утверждемым главным врачом ЛПУ с указанием плана мероприятий и
сроков устранения погрешностей.
10. При неустановлении причин погрешностей методики силами
лаборатории не позднее чем в 3-дневный срок от момента установления
Страницы:
Стр.1 |
Стр.2 |
Стр.3 |
Стр.4 |
Стр.5 |
Стр.6 |
Стр.7 |
Стр.8
|
